Scuola di Farmacia e Nutraceutica

Università Magna Graecia di Catanzaro

C.I. Elementi di malattie parassitarie e diagnostica di laboratorio degli animali a produzione zootecnica

CdL Scienze e Tecnologie delle Produzioni Animali

Il corso di Malattie Parassitarie si propone di fornire agli studenti di Medicina Veterinaria le conoscenze fondamentali di eziologia, epidemiologia, patogenesi, sintomatologia, diagnosi, terapia e profilassi inerenti i principali protozoi, elminti ed artropodi parassiti degli animali da reddito e da compagnia, con particolare riferimento agli agenti di zoonosi. Si prefigge inoltre, di dare le opportune conoscenze circa le perdite economiche provocate dai più diffusi parassiti negli animali da reddito, nonché le principali strategie di controllo. Conoscenza delle principali metodologie di laboratorio

Modulo Docente CFU
Malattie parassitarie Vincenzo Musella 5
Diagnostica di laboratorio Camillo Palmieri 2
Collegamenti veloci:
Docente:
Vincenzo Musella
musella@unicz.it
0961-3695818‬
Edificio Bioscienze, Liv. 6 Stanza: n. 4
martedì 16:00-17:00

SSD:
VET/06 - BIO/12

CFU:
7
Obiettivi del Corso e Risultati di apprendimento attesi

L’obiettivo finale del corso è di dare le opportune conoscenze circa le perdite economiche provocate dai più diffusi parassiti negli animali da reddito, nonché  di fornire conoscenza relative alle principali strategie di controllo. Conoscenza delle principali metodologie di laboratorio per l'analisi di proteine e acidi nucleici. Interpretazione dell'accetabilità di un risultato di laboratorio.

  

Programma


Programma Modulo di Malattie parassitarie

PARTE GENERALE

Concetto di malattia parassitaria. Danni causati dai parassiti al patrimonio zootecnico. Aspetti socio-economici delle malattie parassitarie. Principi di profilassi e controllo delle malattie parassitarie.

 PARTE SPECIALE

Principali malattie sostenute da protozoi, cestodi, digenei, nematodi, insetti e aracnidi nei PET e nelle specie di interesse zootecnico.

Nematodi generale, Strongili Gastro-intestinali generale, Haemonchus, Ostertagia, Trichostrongylus, Cooperia, Nematodirus, Chabertia, Oesophagostomum, Strongyloides, Trichuris, Trichinella, Ossiuri

Strongili gastronitestinali dei Cavalli

 Strongili broncopolmonari, Dictyocaurus, Muellerius, Protostrongylus, Neostrongylus, Cystocaulus,  Angiostrongylus, Crenosoma, Oslerus, Aelurostrongylus

 Filarie del cane, Ascaridi ed Ancylostomi

 Fasciola hepatica, Paramfistoma, Dicrocoelium dendriticum

 Tenia saginata, Tenia solium, Tenia hydatigena, Tenia multiceps 

Echinococco, Moniezia

 Protozooi, Eimeria, Isospora, Toxoplasma, Neospora, Giardia, Cryptosporidium, Babesia, Theileria

 Acari (rogne)

 Zecche, Pidocchi, Pulci

 Miasi

Programma modulo di Diagnostica di Laboratorio:

Principi generali di Diagnostica di Laboratorio:  Fattori pre-analitici, analitici e post-analitici che influenzano i risultati di un test di laboratorio. La variabilità analitica:  Attendibilità, Precisione, Accuratezza e specificità, Sensibilità analitica, limite di rilevabilità e limite di quantificazione. Il significato dei valori di riferimento. Specificità e sensibilità diagnostica.

 Tecniche immunochimiche. Struttura delle immunoglobuline. Produzione di anticorpi monoclonali e policlonali. Anticorpi coniugati. Reazione antigeni-anticorpi. L’agglutinazione e l’immunoprecipitazione. Metodi basati sulla formazione di immunoprecipitati: immunodiffusione in gel di agar; immunodiffusione radiale semplice. Metodi immunochimici diretti e indiretti: esempi di anticorpi coniugati. Immunoblotting. Dosaggi immunoenzimatici: ELISA

 Elettroforesi: principi generali; definizione della mobilità elettroforetica. Supporti per elettroforesi: gel di agarosio e di poliacrilammide. Elettroforesi di proteine in condizioni native e SDS-PAGE. Elettroforesi delle proteine plasmatiche.

 Tecniche spettroscopiche. Proprietà della radiazione elettromagnetica e sua interazione con la materia. Spettroscopia nell'UV e nel visibile. La legge di Lambert-Beer. Spettrofotometria: quantificazione di acidi nucleici e proteine. Determinazione della concentrazione di proteine in soluzione: metodi diretti e indiretti.

 Metodi di biologia molecolare.

La reazione a catena della polimerasi (PCR). Real Time PCR: differenze con la PCR tradizionale.

L’esame emocromocitometrico: principi di funzionamento dei moderni analizzatori emocromocitometrici; parametri relativi ai globuli rossi e ai globuli bianchi. Principi di conta al microscopio ottico delle cellule ematiche.



Stima dell’impegno orario richiesto per lo studio individuale del programma

85 ore di studio individuale

Metodi Insegnamento utilizzati

Didattica frontale ed esercitazioni pratiche in campo ed in laboratorio

Risorse per l’apprendimento



Attività di supporto

E' prevista attività tutoriale di supporto alla didattica. 

Modalità di frequenza

Non obbligatoria

Modalità di accertamento

Le modalità generali sono indicate nel regolamento didattico di Ateneo all’art.22 consultabile al link  

http://www.unicz.it/pdf/regolamento_didattico_ateneo_dr681.pdf

L’esame finale sarà svolto in forma orale

I criteri sulla base dei quali sarà giudicato lo studente sono:

 

 

Conoscenza e comprensione argomento

Capacità di analisi e sintesi

Utilizzo di referenze

Non idoneo

Importanti carenze.

Significative inaccuratezze

Irrilevanti. Frequenti generalizzazioni. Incapacità di sintesi

Completamente inappropriato

18-20

A livello soglia. Imperfezioni evidenti

Capacità appena sufficienti

Appena appropriato

21-23

Conoscenza routinaria

E’ in grado di analisi e sintesi corrette. Argomenta in modo logico e coerente

Utilizza le referenze standard

24-26

Conoscenza buona

Ha capacità di a. e s. buone gli argomenti sono espressi coerentemente

Utilizza le referenze standard

27-29

Conoscenza più che buona

Ha notevoli capacità di a. e s.

Ha approfondito gli argomenti

30-30L

Conoscenza ottima

Ha notevoli capacità di a. e s.

Importanti approfondimenti